淫羊藿Epimedii Folium又名仙灵脾、三枝九叶草，系小檗科淫羊藿属多基原统称。《中国药典》2020年版收录的法定基原包括小檗科植物淫羊藿Epimedium brevicornu Maxim.、箭叶淫羊藿E. sagittatum (Sieb. et Zucc.) Maxim.、柔毛淫羊藿E. pubescensMaxim.、朝鲜淫羊藿E.koreanum Nakai[1]。此外，非《中国药典》收录品种如粗毛淫羊藿E. acuminatum Franch.在贵州等地也广泛应用于临床。由于不同基原淫羊藿在临床应用中存在较大治疗差异，因此建立科学的质量评价体系对保障临床疗效至关重要[2]。现行的中药质量评价方法是借鉴化学质量控制模式所建立，其主要包括化学定性鉴别与指标成分检测，其单独存在难以全面反映整体质量，与临床的有效性及安全性联系不够紧密，不能充分体现中医药特色问题[3]。生物效价是以药物的生物效应为基础，以生物统计为工具，运用特定的实验设计，测定药物有效性的一种方法。同时，生物效价是评价药物对生物体相关试验系的效果，评价药物有效性或毒性的方法，是推动中药质量标准化走进临床、关联疗效的新策略[4]。
淫羊藿始记载于《神农本草经》，具有补肾壮阳、强筋健骨、祛风除湿的功效。其中，祛风除湿功效的现代医学机制研究显示，其与调控自身免疫异常激活、抑制过度炎症反应密切相关[5]。随着现代药理学研究的深入，淫羊藿的多重生物活性得到进一步阐明。在免疫调节方面，淫羊藿及其活性成分能够双向调节免疫功能；在抗衰老和抗氧化方面，通过清除自由基、增强抗氧化酶活性等途径发挥作用；其抗肿瘤活性表现为抑制肿瘤细胞增殖和诱导凋亡；此外，在骨骼健康领域具有显著的抗骨质疏松作用[6-11]。有关其药理作用机制的研究是近年来研究的热点。炎症反应作为多种疾病的共同病理基础，可能是淫羊藿发挥综合疗效的关键机制之一[12]。淫羊藿的抗炎作用与其传统“祛风除湿”功效形成了古今印证，体现了传统中药理论的科学内涵。此前的研究也表明，淫羊藿黄酮可以通过调节环磷酸鸟苷–腺苷酸合成酶（cyclic GMP-AMP synthase，cGAS）–干扰素基因刺激因子（stimulator of interferon genes，STING）通路，调节机体免疫，抑制炎症反应[13]。天然免疫通路cGAS-STING通路与炎症反应的发生具有密切联系，胞质DNA（病毒DNA、肿瘤来源DNA、自身异常DNA）刺激时，DNA传感器cGAS会催化细胞质中的三磷酸腺苷（adenosine triphosphate，ATP）和三磷酸鸟苷（guanosine triphosphate，GTP）合成第二信使环鸟苷酸–腺苷酸（cyclic GMP-AMP，cGAMP）。cGAMP结合并激活STING，触发其从内质网向高尔基体的转运。随后，STING通过招募并激活TANK结合激酶1（TANK-binding kinase 1，TBK1），促使干扰素调节因子3（interferon regulatory factor 3，IRF3）磷酸化并入核，最终驱动I型干扰素（type I interferon，IFN-β）的表达[14]。当用免疫刺激性DNA（immune-stimulatory DNA，ISD）激活cGAS-STING通路时会造成过度的炎症反应，促进IFN-β的大量释放，抑制IFN-β生成是有效减轻炎症损伤的重要手段[15]。
本研究以淫羊藿体外抗炎活性为切入点，探索建立基于抗炎生物效价的淫羊藿质量评价方法。首先验证了淫羊藿对ISD刺激的IFN-β水平升高的抑制效果，进而以对IFN-β的抑制率对标抗炎效果作为生物效价指标，并按照生物效价检测的要求设计和优化实验条件，初步建立基于抗炎效价测定的淫羊藿品质评价方法。同时，对5个品种15批次淫羊藿的生物效价与特征成分含量进行相关性分析，旨在考察淫羊藿抗炎和不同成分含量的相关度，以期初步探明淫羊藿抗炎的药效物质基础，为淫羊藿品质评价方法作为支撑。
1 材料
1.1 动物
SPF级雄性C57BL/6J小鼠，7～8周龄，购自斯贝福北京生物技术有限公司，动物合格证号SCXK（京）2024-0001。取其后腿骨提取骨髓巨噬细胞（bone marrow-derived macrophages，BMDMs）。本研究经中国人民解放军总医院第五医学中心审查，实验动物伦理审查编号为IACUC-2024-0010。
1.2 药材
不同品种淫羊藿共15批（表1），包括朝鲜淫羊藿（S1～S3）、粗毛淫羊藿（S4～S6）、箭叶淫羊藿（S7～S9）、柔毛淫羊藿（S10～S12）、淫羊藿（S13～S15），经解放军总医院第五医学中心肝病研究所肖小河研究员鉴定分别为朝鲜淫羊藿E. koreanumNakai、粗毛淫羊藿E. acuminatum Franch.、箭叶淫羊藿E. sagittatum (Sieb. et Zucc.) Maxim.、柔毛淫羊藿E. pubescens Maxim.、淫羊藿E. brevicornu Maxim.。
1.3 药品与试剂
对照品双藿苷A（批号24012304）、朝藿定A（批号24012904）、朝藿定B（批号24012902）、朝藿定C（批号23111601）、淫羊藿苷（批号23011004）、宝藿苷I（批号24010203）购自成都格利普生物科技有限公司，质量分数均≥98%；DMEM培养基（批号PYG0073）、二甲基亚砜（dimethyl sulfoxide，DMSO，批号PYG0040）购自武汉博士德生物有限公司；胎牛血清（批号C04001-500）购自上海逍鹏生物科技有限公司；PBS缓冲液（批号CC008）购自北京中科创腾科技有限公司；胰蛋白酶-EDTA消化液（0.25%，批号CC012）、Opti-MEM培养基（批号CT007.500）购自中科迈晨科技有限责任公司；CCK-8试剂（批号HY-K0301）、STING抑制剂H151（批号HY-112693）、RT Master Mix For qPCR（批号HY-K0510A）、集落刺激因子（macrophage colony-stimulating factor，M-CSF，批号HY-P7085）购自美国MCE公司；IFN-β ELISA试剂盒（批号luex-mifnbv2）购自法国InvivoGen公司；p-IRF3抗体（GTX96691）购自美国Gentex公司；IRF3抗体（批号11312-1-AP）、STING抗体（批号19851-1-AP）、热休克蛋白90（heat shock protein 90，HSP90）抗体（批号13171-1-AP）购自美国Proteintech公司；ISD为异常双链DNA序列，引物序列由北京天一辉远生物科技有限公司合成。
1.4 仪器
Waters Arc HPLC高效液相色谱仪（美国Waters公司）；SQP-QUINTIX125D-1CN型十万分之一分析天平（赛多利斯科学仪器有限公司）；QuantStudio 6型实时荧光定量PCR仪、HERAcell vios 160i恒温二氧化碳培养箱（美国Thermo Fisher Scientific公司）；Synergy H1型多功能酶标仪（美国博腾有限公司）；JJT1300型生物超净工作台（北京冠鹏净化设备有限公司）；KQ-500DE型数控超声波清洗器（昆山市超声仪器有限公司）；OV-200型台式真空冷冻离心浓缩仪（北京吉艾姆科技有限公司）；SN510C型立式压力蒸汽灭菌器（重庆雅马拓科技有限公司）；十二烷基硫酸钠–聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）系统、TC10型自动细胞计数仪（美国Bio-Rad公司）；3-18k型台式冷冻离心机（美国Sigma公司）；GL-802B小型真空泵（海门市其林贝尔仪器制造有限公司）；OZ17581型、OZ13247型、OZ05171型微量移液器（德国Eppendorf公司）；SK-R1807-S型摇床（美国Scilogex公司）；BCD-568WDPF型对开门冰箱、DW-86L728J型超低温冰箱（海尔集团公司）。
2 方法
2.1 淫羊藿提取物对ISD诱导的小鼠原代巨噬细胞cGAS-STING通路的影响
2.1.1 BMDMs的提取方法 C57BL/6J小鼠麻醉后处死，于75%乙醇中浸泡，用剪刀剪去小鼠大腿附近的皮毛，将股骨完全剥离，留下小腿和膝关节，用无菌纱布分离表面上的筋膜和肌肉，将膝关节掰断后暴露出骨髓腔，用注射器吸取预热的DMEM培养基，在50 mL离心管中冲洗骨髓腔，重复3次将骨髓细胞冲洗完全，加入25 ng/mL的M-CSF，吹匀后置于细胞皿中进行培养。3 d后往培养皿中加入含M-CSF的培养基，继续培养2 d后可顺利分化为骨髓巨噬细胞，用于后续的实验。
2.1.2 淫羊藿给药溶液的配制 取适量S9箭叶淫羊藿，用70%乙醇回流提取，将提取液冷冻干燥至恒定质量，于−20 ℃保存，备用。给药时，加入0.1% DMSO助溶，用Opti-MEM培养基将淫羊藿冻干粉稀释成高质量浓度的母液，将母液梯度稀释得到2.000、1.000、0.500、0.250、0.125 mg/mL的淫羊藿溶液。
2.1.3 CCK-8法检测细胞活力 BMDMs以1.1×106个/mL接种于96孔板中，每孔0.1 mL，细胞贴壁完全后，加入含不同质量浓度（0.125、0.250、0.500、1.000、2.000 mg/mL）淫羊藿溶液的DMEM完全培养基，另设置对照组加入不含药物的培养基。于CO2细胞培养箱培养12 h，弃去培养基，避光加入CCK-8溶液（CCK-8试剂–培养基＝1∶10）66 μL，放入细胞培养箱孵育1 h，使用酶标仪测定450 nm处的吸光度（A）值。
2.1.4 ISD诱导BMDMs模型的建立与给药 BMDMs以1.1×106个/mL接种于24孔板中，每孔0.5 mL。设置对照组、模型组和淫羊藿（0.250、0.500、1.000 mg/mL）组。细胞贴壁完全后，弃去培养基，给药组分别加入含不同质量浓度淫羊藿溶液的Opti-MEM培养基，对照组和模型组加入Opti-MEM培养基，于细胞培养箱孵育1 h；模型组和给药组加入含ISD（2.5 μg/mL）的Opti-MEM培养基，对照组加入Opti-MEM培养基，于细胞培养箱孵育2 h，于显微镜下观察细胞形态，收集细胞。
2.1.5 Western blotting检测p-IRF3、IRF3、p-STING、STING蛋白表达 加入裂解液提取蛋白，蛋白样品经十二烷基硫酸钠–聚丙烯酰胺凝胶电泳，转至PVDF膜，封闭后孵育相应抗体，洗涤后孵育二抗，加入ECL化学发光试剂显影，并对条带灰度值进行分析。
2.1.6qRT-PCR检测IFN-β mRNA表达 按照试剂盒说明书提取细胞中总RNA并合成cDNA，进行qRT-PCR分析。使用2−∆∆Ct法计算基因相对表达量。引物序列：IFN-β上游引物5’-TCCGAGCAGA- GATCTTCAGGAA-3’，下游引物5’-TGCAACCAC- CACTCATTCTGAG-3’；ISD上游引物5’-TACAGATCTACTAGTGATCTATGACTGATCTGT-ACATGATCTACA-3’，下游引物5’-TGTAGAT- CATGTACAGATCAGTCATAGATCACTAGTAGAT-CTGTA-3’。
2.1.7ELISA检测细胞上清液中IFN-β水平 按照试剂盒说明书测定细胞上清液中IFN-β水平。
2.2 淫羊藿抗炎生物效价的检测
2.2.1 溶液的制备
（1）供试品溶液的制备：取淫羊藿S1～S15，按“2.1.2”项下方法制备提取物冻干粉，用Opti-MEM培养基配制成高质量浓度的母液，加入0.1% DMSO助溶，用梯度稀释法稀释成1.0、0.5 mg/mL的淫羊藿溶液。
（2）参照物溶液的制备：精密称取1.00 mg阳性对照药H151，加入0.358 0 mL DMSO溶解，制备为10 mmol/L的储备液，使用时，再将其稀释相应的倍数。
2.2.2 生物效价的标化 IFN-β是cGAS-STING通路活化的终产物，利用ISD激活cGAS-STING通路导致IFN-β释放。故采用ELISA法检测IFN-β的表达量，来表征淫羊藿的抗炎生物效价。
以H151为阳性对照参照物，使用BS200生物统计软件，选用量平行线（2.2）法对淫羊藿抑制BMDMs中cGAS-STING通路异常活化后分泌IFN-β量的效价值进行标化。定义H151的生物效价为100 U/mL，将抑制率和相应给药质量浓度输入效价计算软件，得到淫羊藿的抗炎生物效价。
2.2.3 检测方法 设置对照组、模型组、阳性药组和淫羊藿组，弃去24孔板内的DMEM培养基，淫羊藿组分别加入不同质量浓度的淫羊藿溶液（S1～S15），阳性药组加入10 μmol/L的H151溶液，对照组、模型组加入等体积的Opti-MEM培养基，于细胞培养箱中孵育1 h后，模型组、阳性药组和淫羊藿组加入ISD刺激，于细胞培养箱中孵育8 h。观察细胞形态，收集细胞上清液，按照试剂盒说明书测定IFN-β水平。
2.2.4 基于抗炎生物效价检测的方法学研究
（1）可靠性检验：经量效关系考察，条件优化后，选用剂间比为1∶0.5的低、高质量浓度作为淫羊藿抗炎生物效价测定浓度。使用BS200生物统计软件，选用量平行线（2.2）法，输入T估计效价为100 U/mL，T的剂量为10 μmol，S的最大剂量为1 mg/mL，剂间比为1∶0.5，并输入低、高质量浓度供试品溶液和参照液溶液的抑制率，计算得到可靠性检验结果。
（2）精密度考察：取同一批淫羊藿供试品溶液，按照上述方法重复进行6次测定，计算得到平均效价和RSD值。
（3）中间精密度考察：取同一批淫羊藿供试品溶液，实验室2名实验员在不同时间段按照上述方法分别重复进行3次测定，计算得到平均效价和RSD值。
（4）重复性考察：取同一批次淫羊藿供试品6份，分别制备供试品溶液，按照上述方法测定，计算得到平均效价和RSD值。
2.3 淫羊藿特征成分含量测定
2.3.1 色谱条件 Kromasil 100-5-C18色谱柱（250 mm×4.6 mm，5 μm），流动相为乙腈（A）-0.1%磷酸水溶液（B），梯度洗脱：0～5 min，15%～26% A；5～30 min，26%～28% A；30～50 min，28%～70% A；50～50.1 min，70%～100% A；50.1～55 min，100% A；55～55.1 min，100%～15% A；55.1～60 min，15% A。检测波长270 nm；柱温30 ℃；体积流量1 mL/min；进样量10 μL。
2.3.2 溶液的制备
（1）混合对照品溶液的制备：精密称取双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I对照品10.15、12.18、10.83、31.31、15.47、10.70 g，先用少量DMSO溶解，再加稀乙醇定容至对应的25、25、5、5、5、25 mL量瓶，作为储备液。精密移取对照品储备液双藿苷A 0.8 mL、朝藿定A 2.5 mL、朝藿定B 2 mL、朝藿定C 2.5 mL、淫羊藿苷1.6 mL、宝藿苷I 10 mL，至25 mL量瓶中，加稀乙醇稀释至刻度，摇匀，即得到混合对照品溶液。同时，精密量取混合对照品溶液2 mL、1 mL、1 mL、1 mL、60 μL至相对应5、5、10、20、20 mL量瓶中，加稀乙醇稀释至刻度，摇匀，即得不同浓度的混合对照品稀释液。
（2）供试品溶液的制备：精密称取淫羊藿供试品约0.2 g，置具塞锥形瓶中，精密加入稀乙醇20 mL，密塞，称定质量，超声处理1 h，放冷，再称定质量，用稀乙醇补足减失的质量，摇匀，滤过，取续滤液，即得。
2.3.3 含量测定方法学考察
（1）线性关系考察：分别吸取上述5个不同质量浓度的混合对照品溶液稀释液及混合对照品溶液各10 μL，按“2.3.1”项下条件测定峰面积。以峰面积为纵坐标（y），对照品质量浓度为横坐标（x），绘制标准曲线。
（2）精密度试验：取混合对照品溶液重复进样6次，进样量10 μL，按“2.3.1”项下条件测定，计算RSD。
（3）重复性试验：按“2.3.2”项下方法平行制样6份淫羊藿S13供试品溶液，分别吸取6个供试品溶液各10 μL，按“2.3.1”项下条件测定每份供试品的含量，计算RSD。
（4）稳定性试验：按“2.3.2”项下方法制备淫羊藿S13供试品溶液，在0、6、12、24、48 h下，按“2.3.1”项下条件测定，计算RSD。
（5）加样回收率试验：精密移取对照品储备液双藿苷A 0.8 mL、朝藿定A 3 mL、朝藿定B 1 mL、朝藿定C 2.2 mL、淫羊藿苷0.8 mL、宝藿苷I 0.3 mL至100 mL量瓶中，加稀乙醇稀释至刻度，摇匀，作为加标溶液。精密称取淫羊藿S13约0.1 g，分别精密加入10 mL加标溶液，精密加入稀乙醇10 mL，密塞，称定质量，超声处理1 h，放冷，再称定质量，用稀乙醇补足减失的质量，摇匀，滤过，取续滤液，即得加标样溶液。平行制样6份，分别吸取6个加标样溶液各10 μL，按色谱条件方法检测，计算回收率。
2.3.4 淫羊藿特征成分含量测定 按“2.3.2”项下制备15批淫羊藿供试品溶液，按“2.3.1”下色谱条件检测，记录不同批次淫羊藿色谱图，计算得到供试品中各成分的含量。
2.4 统计学分析
使用GraphPad Prism 9和Office Excel软件进行数据分析，数据以
表示。多组间采用单因素方差分析。使用SPSS 27.0软件的双变量相关方法，测定淫羊藿抗炎生物效价与双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I之间的关系，以皮尔斯相关系数（r）表示。
3 结果
3.1 淫羊藿提取物抑制ISD诱导的小鼠原代巨噬细胞cGAS-STING通路
如图1-A所示，0.125～2.000 mg/mL淫羊藿提取物对BMDMs活力无明显影响，故后续选取0.25、0.50、1.00 mg/mL淫羊藿提取物进行实验。利用ISD构建BMDMs细胞cGAS-STING通路活化模型，利用Western blotting检测cGAS-STING通路相关蛋白表达情况，结果显示，与模型组比较，各给药组IRF3和STING的磷酸化水平显著降低（P＜0.001，图1-B～F），且呈剂量相关性。利用ELISA试剂盒检测IFN-β水平，结果显示，与模型组比较，0.50、1.00 mg/mL淫羊藿提取物显著抑制IFN-β的分泌（P＜0.001，图1-G），且呈剂量相关性。通过qRT-PCR检测IFN-β的mRNA表达，结果显示，与模型组比较，淫羊藿提取物显著抑制IFN-β的mRNA表达（P＜0.001，图1-H），且呈剂量相关性。
3.2 淫羊藿生物效价检测
3.2.1 方法学研究
（1）可靠性检验：结果表明，回归项差异显著（P＜0.01），质量浓度的增加与IFN-β抑制率呈正向关系。偏离平行不显著，参照物和供试品的剂量曲线呈现平行直线的关系。说明该方法较为可靠。
（2）精密度考察：结果表明，6次测定的抗炎效价分别为845.43、962.73、1 059.10、963.64、1 091.10、1 098.50 U/mL，平均效价为1 003.42 U/mL，RSD值为9.77%，表明精密度良好。
（3）中间精密度考察：结果表明，6次测定的抗炎效价分别为908.82、908.82、952.25、806.19、964.58、922.56 U/mL，平均效价为910.54 U/mL，RSD值为6.15%，表明中间精密度良好。
（4）重复性考察：6份供试品的溶液的抗炎效价为1 056.00、972.66、1 030.60、1 054.80、1 115.20、1 057.60 U/mL，平均效价为1049.31 U/mL，RSD值为4.45%，表明重复性良好。
3.2.2 淫羊藿生物效价检测分析 淫羊藿的抗炎生物效价结果见表2，朝鲜淫羊藿（S1～S3）的生物效价在477.71～965.20 U/mL，粗毛淫羊藿（S4～S6）的生物效价在221.05～923.42 U/mL，箭叶淫羊藿（S7～S9）的生物效价在843.88～1 130.50 U/mL，柔毛淫羊藿（S10～S12）的生物效价在673.62～764.71 U/mL，淫羊藿（S13～S15）的生物效价在670.39～859.52 U/mL。箭叶淫羊藿平均生物效价最高（951.17 U/mL），柔毛淫羊藿的生物效价最稳定（RSD＝6.60%），伪品粗毛淫羊藿生物效价比4个正品都低。
3.3 淫羊藿特征成分含量测定
3.3.1 淫羊藿HPLC色谱图 混合对照品色谱图见图2-A，淫羊藿S15色谱图见图2-B，可观察到6种特征成分所对应的峰。5个品种15批淫羊藿色谱图见图2-C，可见不同品种淫羊藿含量差异较大。
3.3.2 线性及线性范围考察 如表3所示，双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I在一定质量浓度范围内的线性关系较好，R2均大于0.999。
3.3.3精密度试验 结果表明，双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I峰面积的RSD分别为0.108%、0.802%、0.054%、0.064%、0.058%、0.063%，表明精密度良好。
3.3.4重复性试验 结果表明，双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I质量分数的RSD值分别为2.85%、0.78%、1.21%、0.66%、1.15%、2.81%，表明重复性良好。
3.3.5稳定性试验 结果表明，双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I峰面积的RSD分别为0.750%、0.392%、0.769%、0.233%、0.730%、1.334%，表明供试品溶液在48 h内稳定。
3.3.6加样回收率试验 结果表明，双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I的回收率在92.2%～106.1%，RSD分别为3.91%、3.13%、1.91%、1.42%、1.42%、3.50%，表明方法可靠。
3.3.7 淫羊藿特征成分含量测定结果 如表4所示，同一品种的同一种成分存在较大的差异，如柔毛淫羊藿S12中宝藿苷I的质量分数是柔毛淫羊藿S11的16倍；不同品种的同一成分也存在较大的差异，如淫羊藿S15中朝藿定B的质量分数是箭叶淫羊藿S7的15倍。
3.4 相关性分析
淫羊藿抗炎生物效价与特征成分之间的关系见表5，仅淫羊藿苷与淫羊藿抗炎生物效价呈显著正相关（r＝0.540，P＝0.038）。朝藿定A与抗炎生物效价呈负相关，双藿苷A、朝藿定B、朝藿定C、宝藿苷I与抗炎生物效价呈正相关，但无统计学差异，其中宝藿苷I可能限于批次数量问题，其在淫羊藿抗炎生物效应中也可能发挥着重要作用。
4 讨论
本研究首先通过细胞实验，证明了淫羊藿提取物能够抑制ISD刺激cGAS-STING通路诱导的IFN-β产生，这一结果从现代分子生物学角度为《本草纲目》所载“祛风除湿”的传统功效提供了科学阐释，提示其可能通过调控固有免疫应答来缓解过度炎症反应。该机制与文献报道的STING通路在自身免疫病中的关键作用也相契合[16]。
本研究通过对5个品种15批次淫羊藿样品的系统分析，揭示了其抗炎生物效价的显著差异特征。研究结果显示，不同品种间的抗炎效价存在明显梯度差异：箭叶淫羊藿以951.17 U/mL的平均效价位居首位，显著高于朝鲜淫羊藿（748.38 U/mL）、淫羊藿（746.71 U/mL）、柔毛淫羊藿（728.18 U/mL）和粗毛淫羊藿（528.87 U/mL）。特别值得关注的是，箭叶淫羊藿不仅整体表现最优，其单批次最高效价S7（1 130.50 U/mL）较最低效价的粗毛淫羊藿S6（221.05 U/mL）提升了约5.1倍，且该品种的相对标准偏差较低（RSD＝16.43%），充分展现了其高效价与稳定性的双重优势。进一步分析发现，抗炎效价的差异不仅存在于品种间，同一品种内也呈现显著波动。如粗毛淫羊藿S5（923.42 U/mL）与粗毛淫羊藿S6（221.05 U/mL）间存在4.2倍的效价差异，这个现象提示除种间差异外，可能与地理分布、生长期、栽培条件等种内变异因素有关[17]。另外，还测定了淫羊藿抗炎生物效价与其成分双藿苷A、朝藿定A、朝藿定B、朝藿定C、淫羊藿苷、宝藿苷I的相关性，结果表明淫羊藿苷与抗炎生物效价显著正相关（r＝0.540，P＜0.05）。同时淫羊藿苷作为淫羊藿中的主要活性成分，其抗炎作用得到了广泛的研究，研究表明其可通过抑制核因子-κB（nuclear factor-κB，NF-κB）信号通路，降低炎症因子的表达，也可通过调控丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase，MAPK）通路，抑制p38、Janus激酶（Janus kinase，JNK）和细胞外调节蛋白激酶（extracellular regulated protein kinases，ERK）磷酸化，阻断炎症级联反应[18-19]。综上，淫羊藿苷可能是淫羊藿抗炎的关键质量标志物。以上发现为淫羊藿的品种筛选和质量控制提供了科学依据。此外，本研究存在一定的局限性：（1）样本方面，仅覆盖5个品种共15个批次样本，后续需要扩大样本数来验证结论的普适性；（2）成分方面，仅检测6种特征成分，可能还存在其他未检成分与之相关，后续可增加其他成分验证抗炎效应；（3）当前抗炎评价体系基于IFN-β抑制模型，后续可以整合肿瘤坏死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）、白细胞介素-6（interleukin-6，IL-6）等多靶点检测进行多维验证；（4）仅从抑制干扰素角度进行了抗炎生物评价，其他功效相关评价还待进一步研究。
针对淫羊藿多基原物种特性及成分复杂等因素导致的药效异质性现象，建立科学完善的质量评价体系具有重要现实意义。现行的质量控制体系中，常规的性状和理化检验有助于判定药物的“真伪”，但是不能将中药和临床紧密联系起来。而生物评价重点突出药材的“优劣”，更能够直接关切临床疗效[20]。需要强调的是，生物评价并非取代传统方法，而是在化学分析和常规检定确立物质基础的前提下，构建“化学–生物”双维度评价模式，弥补现有体系对“优劣”评判的不足。本研究利用中药质量生物效价方法，以淫羊藿为模式药，建立了基于抗炎生物效价的淫羊藿质量评价方法，初步证实了不同来源淫羊藿在抗炎生物效价方面存在一定差异，为淫羊藿的临床精准用药和质量生物评价标准制定提供基础。
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